細胞生物學實驗報告（精選3篇）
細胞生物學實驗報告 篇1
一、實驗目的：
1、掌握顯示細胞中過氧化物酶反應的原理和方法。2.了解細胞凋亡的生物學意義
3、掌握凋亡細胞的形態學檢測方法
二、實驗原理：
1、細胞內的過氧化物酶能把許多胺類氧化為有色化合物，用聯苯胺處理標本，細胞內的過氧化物酶能把聯苯胺氧化為藍色的聯苯胺藍，進而變為棕色產物，因而可以根據顏色反應來判定過氧化物酶的有無或多少。中間產物藍色聯苯胺是不穩定的，無需酶的參加即可氧化為棕色化合物。
2、細胞凋亡是指細胞在生理或病理條件下，遵循自身的程序，自己結束其生命的過程。它是一個主動的、高度有序的，基因控制的，一系列酶參與的過程。
3、凋亡細胞形態學特征是:體積變小,細胞質濃縮;細胞核發生染色質凝聚和聚集于核膜周圍(邊緣化);細胞膜有小泡狀形成;晚期細胞膜內陷形成大小不同的凋亡小體;根據細胞凋亡形態學特征進行顯微觀察是檢測細胞凋亡的一種直觀、可靠的方法。
三、實驗步驟：
細胞中過氧化物酶的顯示
1、在載片上滴一滴PBS緩沖液；
2、取骨髓細胞：用斷頸法處死小鼠，立即剪取后肢，去除肌肉，剝出后肢股骨，剪開股骨一端，用牙簽尖的一端插入剪開的小孔中，摳取少許骨髓細胞置滴有PBS的載片上；
3、涂片：用另一玻片將骨髓細胞沿一個方向涂布推開，室溫晾干；
4、媒染：在涂片上滴0.5％硫酸銅液，以蓋滿涂片為宜，處理30秒-1分鐘。5、傾去硫酸銅液，直接滴入聯苯胺混合液反應6分鐘（以蓋滿涂片為宜）6、清水沖洗，番紅復染2min。
7、鏡檢：清水沖洗，室溫晾干，先低倍鏡下觀察，后換高倍鏡下觀察（油鏡100×）
細胞凋亡的形態學檢測與觀察吉姆薩染色:
1、取細胞爬片置于小培養皿中(有細胞面朝上)2、生理鹽水輕輕漂洗細胞3、95%乙醇固定5min
4、PBS緩沖液洗2次
5、吉姆薩染色液染色5min6、蒸餾水輕輕洗去染液
7、普通光學顯微鏡下觀察。吖啶橙染色:
1、取細胞爬片置于小培養皿中(有細胞面朝上)2、生理鹽水輕輕漂洗細胞
3、甲醇：冰醋酸（3：1）固定5min4、PBS緩沖液洗2次每次1min
5、0.01%吖啶橙染色液在避光環境下染色5min6、蒸餾水輕輕洗去染液
6、選用藍光激發濾片在熒光顯微鏡下觀察。
四、結果與分析：
1、根據隨機選擇的幾個視野的統計，該樣品的細胞凋亡率=227/506×100=44.9
Hela細胞凋亡過程中核染色質的形態變化（吖啶橙染色）
五、思考題：
1、細胞凋亡的調控機制
細胞凋亡是一個受基因調控、眾多細胞膜受體和胞漿蛋白參與的細胞主動自殺過程，其觸發因素多種多樣，包括細胞內誘導因子和抑制因子對細胞凋亡的調控。
2、細胞凋亡的特征
凋亡細胞形態學特征是:體積變小,細胞質濃縮;細胞核發生染色質凝聚和聚集于核膜周圍(邊緣化);細胞膜有小泡狀形成;晚期細胞膜內陷形成大小不同的凋亡小體。
3、研究細胞凋亡的方法
定性的研究方法：常規瓊脂糖凝膠電泳、脈沖場倒轉瓊脂糖凝膠電泳、形態學觀察（普通光學顯微鏡、透射電鏡、熒光顯微鏡）
定量或半定量的研究方法：各種流式細胞儀方法、原位末端標記法、ELISA定量瓊脂糖凝膠電泳。
細胞生物學實驗報告 篇2
一、實驗目的'：
1、通過對原核和真核各種形態細胞的光學顯微鏡觀察，了解細胞的形態及其顯微結構；
2、學習顯微測量的方法，對細胞的大小有一直觀認識。
二、實驗材料和儀器：
小白鼠肝細胞切片；雞血紅細胞；蠶豆葉片橫切片；
普通光學顯微鏡；目鏡測微尺；鏡臺測微尺；載玻片；蓋玻片。
三、實驗步驟：
(一)細胞形態觀察
l、動物細胞的觀察
（1）人肝細胞切片：在顯微鏡下仔細觀察肝細胞的形態構造。
（2）雞血細胞涂片的觀察：觀察血細胞的組成；紅細胞、白細胞、血小板的形態特點。
2、植物細胞的觀察
取蠶豆葉片橫切片的觀察：注意表皮細胞和葉肉細胞的基本結構。
（二）細胞的大小和測量
1、卸下目鏡的上透鏡，將目鏡測微尺刻度向下裝在目鏡的焦平面上，再旋上目鏡的上透鏡。
2、將鏡臺測微尺刻度向上放在鏡臺上夾好，使測微尺分度位于視野中央。調焦至能看清鏡臺測微尺的分度。
3、小心移動鏡臺測微尺和轉動目鏡測微尺(如目鏡測微尺分度模糊，可轉動目鏡上透鏡進行調焦)，使兩尺左邊的一直線重合，然后由左向右找出兩尺另一次重合的直線。
4、記錄兩條重合線間目鏡測微尺和鏡臺測微尺的格數。按下式計算目鏡測微尺每格等于多少μm：
鏡臺測微尺的格數
目鏡測微尺每格的微米數=————————— × 10
目鏡測微尺的格數
四、實驗結果：
1、目鏡校正：40倍顯微鏡目鏡測微尺每格的微米數=17/70=0.24
2、細胞大小的測量：
五、作業與思考：
1、血細胞按含量高低，主要含有：紅細胞，白細胞，血小板。
白細胞最大，紅細胞次之，血小板最小。紅細胞：主要的功能是運送氧。 白細胞：主要扮演了免疫的角色，當病菌侵入人體時，白細胞能穿過毛細血管壁，集中到病菌入侵部位，將病菌包圍，吞噬。血小板：止血過程中起著重要作用。細胞形態見下圖。
2、植物細胞一般比動物細胞大一些。形態圖見下。
3、在不同放大倍數下，測定的細胞大小基本一致，但有一些偏差。放大倍數越大，在視野中同等實際距離下的兩點視野距離更大，而更容易測量準確。
細胞生物學實驗報告 篇3
實驗目的
⒈學習并掌握動物細胞培養的無菌操作技術。
⒉了解原代細胞培養的基本方法及操作過程。
⒊學習細胞計數及營養液的配制。
實驗原理
⒈細胞原代培養
原代細胞培養是指直接從動物體內獲取的細胞、組織和器官，經體外培養后，直到第一次傳代為止。這種培養，首先用無菌操作的方法，從動物體內取出所需的組織（或器官），經消化，分解成單個游離細胞，在人工培養下，使其不斷的生長及繁殖。
細胞培養是一種操作繁瑣而又要求十分嚴謹的實驗技術。要使細胞能在體外長期生長，必須滿足兩個基本要求：一是供給細胞存活所必須的條件，如適量的水、無機鹽、氨基酸、維生素、葡萄糖及其有關的生長因子、氧氣、適宜的溫度，注意外環境酸堿度與滲透壓的調節。二是嚴格控制無菌條件。
⒉細胞死活鑒定死活細胞的鑒定方法有很多種，常用的.有染色法和儀器分析法。染色法是常用的細胞死活鑒定方法，簡便，易于操作。不同的死活細胞鑒定方法有各自不同具體的反應機理，但無論采用何種辦法，都是利用了死活細胞在生理機能和性質上的差異。
染色法分化學染色法和熒光染色法，根據染色機理的不同，染料或使死細胞著色，或使活細胞著色。
死活細胞在生理機能和性質上的差異主要包括：
☆死活細胞細胞膜通透性的差異：活細胞的細胞膜是一種選擇性膜，對細胞起保護和屏障作用，只允許物質選擇性的通過；而細胞死亡之后，細胞膜受損，通透性增加。常用的以臺盼藍鑒別細胞死活的方法就是利用了這一性質。臺盼藍，又稱錐藍，是一種陰離子型染料，不能透過完整的細胞膜。所以經臺盼藍染色后只能使死細胞著色，而活細胞不被著色。甲基藍有類似的染色機理。植物細胞的質壁分離也可鑒定死活。
☆死活細胞在代謝上的差異：是采用美藍染料鑒定酵母細胞死活的依據。美藍是一種無毒染料，氧化型為藍色，還原型為無色。由于活細胞中新陳代謝的作用，使細胞內具有較強的還原能力，能使美藍從藍色的氧化性變為無色的還原型，因此美藍染色后活的酵母細胞無色；而死細胞或代謝緩慢的老細胞，則因它們的無還原能力或還原能力極弱，使美藍處于氧化態，從而被染成藍色或淡藍色。
除此之外，還有一些細胞器的專有染料。如液泡系的專有染料中性紅。中性紅是一種低毒性染料，可以使活細胞液泡著紅色，而細胞質和細胞核不被著色；死細胞的液泡不被著色或淺染，染料彌散于整個細胞中，細胞核和細胞質被染成紅色。有時侯為了增加染色效果可以將兩種染料結合使用，如甲基藍-中性紅混合染色法。
實驗用品
⒈材料小白鼠
⒉試劑
臺盼藍、伊紅、PBS緩沖液、細胞培養液（含生長因子）
⒊器材
剪子、棉球、75%酒精、移液槍、無菌操作臺、正置光學顯微鏡、倒置光學顯微鏡、解剖盤、滴管、離心管、離心機、注射器、Eppendorf管、培養皿、酒精燈、塑料培養皿、載玻片、蓋玻片、血細胞計數板
實驗步驟
⒈取材
取小鼠一只，采用斷頭法處死。清水洗小鼠浸入75%酒精中消毒3min，取出轉入超凈工作臺內的解剖盤中，無菌操作打開腹腔，取出其脾臟，除去其周圍的脂肪組織，并用PBS液自上而下淋洗1-2次，轉入無菌培養皿中待用。
⒉分離脾細胞
用滴管向培養皿中注入30滴PBS緩沖液，再用“L”型針頭注射器在皿中吸取0.2毫升PBS液注入脾臟，注射時沿長軸注射。然后再用針頭在脾臟上扎眼，并用“L”型針頭輕輕刮出脾細胞。在均勻吹勻脾臟細胞。
吸取上述分離的單個脾細胞懸液，放入Eppendorf管中，使量至1mL，以1000r/min離心5min。⒊培養脾細胞
取塑料培養皿一套，用移液槍吸取培養液2mL加入塑料皿中，并將皿標記待用。取離心后的Eppendorf管，棄去上清液，用移液槍（200ul）吸取塑料皿中的培養液400ul加入棄去上清的Eppendorf管中，用槍頭吹勻管底的脾細胞，吸取200ul脾細胞懸液接種于上述塑料皿中，混勻后放入37°C，5%CO2的培養箱中培養。
⒋配制染液
用生理鹽水配成5%臺盼藍染液，備用。⒌染色
取0.5mL細胞懸濁液放入試管中，加入1-2滴染液。混合。2-5min后將細胞放在血細胞計數板上觀察死活情況，注意不要有
氣泡產生，放大倍數為10x10。染色后活細胞不著色，死細胞顯示藍色。注意染色時間不能超過15min，否則染液將細胞毒殺。
⒍計數
在10x10倍的顯微鏡下觀察，計算血細胞計數板的4個4小方格的細胞數量。包括細胞總數與死細胞數量。壓線者計上不計下，計左不計右。
⒎計算細胞活力
根據公式：細胞活力=(總細胞數-死細胞數)/總細胞數×100%
實驗結果
臺盼藍染色后的細胞（10x10）伊紅染色后的細胞（10x10）
總細胞數和活細胞數統計表（10×10）
項目自己培養細胞老師培養細胞總細胞數個/ml活細胞數個/ml細胞活力1.4×1067.5×1053.0×1055.5×10521.4%73.3%分析與討論
⒈結果分析
本次實驗中我們小組自己培養細胞所測細胞活力為21.4%，并不算高，分析得應有以下原因可能影響實驗結果（包括誤差）：
⑴若在無菌操作的過程中操作不規范，導致染菌，會極大的影響觀察，導致實驗失敗。
⑵若在離心分離呈單細胞的過程中離心機轉速過快或時間過長很可能會導致細胞破裂，導致小鼠脾細胞大量死亡。
⑶染色時間過長，或觀察時間過長都會導致染色試劑將細胞殺死，使細胞活力驟降，這是導致細胞活力比較低的重要原因。
⑷實驗中的一些操作不正確或不規范的情況、計算帶來的誤差等也會直接導致實驗誤差。
⒉注意事項
⑴嚴格進行動物消毒，需用75%酒精消毒。
⑵嚴格進行無菌操作，防止細菌、霉菌、支原體污染，避免化學物質污染。
⑶吸取液體前，瓶口和吸管硬行火焰消毒；吸取液體時，避免碰撞。
⑷離心管入臺前，管口、管壁應消毒。
⑸實驗者離開超凈臺時，要隨時用肘部關閉工作窗。
⑹器材使用時既要注意用火焰消毒，又要防止燙傷、燙死細胞。